Требования к безопасности
i i) Безопасность целевых и нецелевых видов животных
� a) RBOK и LA-AKO
Вакцина RBOK не вызывает клинических признаков у КРС или азиатских буйволов, восприимчивых к чуме КРС, Вакцина LA-AKO также не индуцирует никаких клинических признаков за исключением небольшого повышения температуры тела у КРС, восприимчивого к чуме КРС. Ни одна из вакцин не передается КРС, восприимчивому к чуме КРС, через контакт с вакцинированными животными, содержащимися в непосредственной близости.
i ii) Возврат к вирулентности
� a) RBOK и LA-AKO
Вакцинный вирус RBOK остается аттенуированным после не менее чем пяти обратных пассажей в КРС и не распространяется через контакт между животными. При производстве культуральной вакцины против чумы КРС с использованием любого субштамма вакцины RBOK или LA-AKO необходимо обеспечить возможность отслеживания происхождения вакцинного штамма от одного из вышеуказанных субштаммов.
i iii) Проблемы охраны окружающей среды
� a) RBOK и LA-AKO
При производстве или применении вакцины против чумы КРС не возникает проблем, связанных с охраной окружающей среды.
Требования к эффективности
i i) Для животноводства
� a) RBOK и LA-AKO
Обе вакцины обеспечивают защиту вакцинированных животных от клинической формы заболевания, вызываемого заражением вирулентным вирусом чумы КРС.
i ii) Для контроля и искоренения болезни
� a) RBOK и LA-AKO
С целью искоренения болезни необходимо как можно скорее вакцинировать всех восприимчивых животных внутри зоны вспышки и вокруг нее (Taylor et al., 2002).
Стабильность
i i) RBOK
Живая аттенуированная культуральная вакцина против чумы КРС при правильной лиофилизации обладает высокой стабильностью и может храниться в течение продолжительного периода времени при +4ºC или при –20ºC при условии, что в продукте сохраняется вакуум. Скорость деградации лиофилизированной вакцины может меняться в зависимости от выбранного стабилизатора и цикла сушки. Самые благоприятные результаты получали с использованием стабилизатора на основе 5% гидролизата лактальбумина/10% сахарозы, 72-74-часового цикла вакуумной сушки при более низком давлении (100 миллиторр): начальная сушка в течение 16 часов при -30ºC и конечная температура на стеллаже 35ºC. Учитывая высокий титр выпускаемой вакцины, её можно использовать в полевых условиях в течение 30 дней
без охлаждения. После восстановления в нормальном солевом растворе или в 1 М сульфате магния вирус становится более термолабильным. Период использования в полевых условиях восстановленной вакцины не должен превышать периода её полураспада, но поскольку данный параметр зависит от температуры и варьирует от 8 до 24 часов в диапазоне температур от 4ºC до 37ºC, предельный срок следует определять исходя из здравого смысла; обычно рекомендуется универсальный период продолжительностью до 4 часов.
i ii) LA-AKO
Живая аттенуированная культуральная вакцина против чумы КРС при правильной лиофилизации обладает высокой стабильностью и может храниться в течение продолжительного периода времени при +4ºC, или при –20ºC при условии заполнения продукта газообразным азотом. Скорость деградации лиофилизированной вакцины может меняться в зависимости от выбранного стабилизатора и цикла сушки. Оптимальные результаты получали с использованием вышеупомянутого криопротектанта, 48-часового цикла вакуумной сушки при более низком давлении (10 Па и ниже), начальной сушки в течение 24 часов при -45ºC с конечной температурой на стеллаже 22ºC и при заполнении флаконов газообразным азотом. Учитывая, высокий титр выпускаемой вакцины, её можно использовать в полевых условиях в течение нескольких дней без охлаждения. После восстановления в ФБР вирус становится более термолабильным, поэтому восстановленную вакцину необходимо как можно быстрее передавать лицам, осуществляющим вакцинацию, с целью ее немедленного проведения.
Биотехнологические вакцины
На данный момент среди утвержденных вакцин нет ни одной биотехнологической.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
ANDERSON J., BARRETT T. & SCOTT G.R (1966). Manual on the Diagnosis of Rinderpest, Second Edition. FAO Animal Health Manual No.1. Food and Agriculture Organisation of the United Nations (FAO), Rome, Italy, 143 pp.
ANDERSON J., MCKAY J.A. & BUTCHER R.N. (1991). The use of monoclonal antibodies in competitive ELISA for the detection of antibodies to rinderpest and peste des petits ruminants. In: The Seromonitoring of Rinderpest throughout Africa. Phase One. Proceedings of Final Research Co-ordination Meeting. Joint FAO/IAEA (Food and Agriculture Organisation of the United Nations/International Atomic Energy Agency) Division, Vienna, Austria, 43–53.
BROWN C.C. (1997). A review of three pathology-based techniques for retrospective diagnosis of rinderpest, with comparison to virus isolation. Res. Vet. Sci., 63, 103–106.
BRUNING-RICHARDSON A., AKERBLOM L., KLINGEBORN B. & ANDERSON J. (2011). Improvement and development of rapid chromatographic strip-tests for the diagnosis of rinderpest and peste des petits ruminants viruses. J. Virol. Methods, 174, 42–46.
BRUNING-RICHARDSON A., BARRETT T., GARRATT J.C. & ANDERSON, J. (2011). The detection of rinderpest virus RNA extracted from a rapid chromatographic strip-test by RT-PCR. J. Virol. Methods, 173, 394–398.
FERNANDEZ P. & WHITE W. (2010). Atlas Of Transboundary Animal Diseases. OIE, Paris.
FOREMAN A.J., ROWE L.W. & TAYLOR W.P. (1983). The detection of rinderpest antigen by agar gel diffusion and counterimmunoelectrophoresis. Trop. Anim. Health Prod., 15, 83–85.
FORSYTH M.A. & BARRETT T. (1995). Evaluation of polymerase chain reaction for the detection and characterisation of rinderpest and peste des petits ruminants viruses for epidemiological studies. Virus Res., 39, 151–163.
FUKAI K., MORIOKA K., SAKAMOTO K. & YOSHIDA K. (2011). Characterization of the complete genomic sequence of the rinderpest virus Fusan strain cattle type, which is the most classical isolate in Asia and comparison with its lapinized strain. Virus Genes, 43, 249-253.
FURUTANI T., KATAOKA T., KURATA K. & NAKAMURA H. (1957a). Studies on the AKO strain of lapinized-avianized rinderpest virus. I. Avianization of lapinized rinderpest virus. Bull. Natl. Inst. Anim. Health. 32, 117–135. (Abstract in English.)
FURUTANI T., ISHII S., KURATA K. & NAKAMURA H. (1957b). Studies on the AKO strain of lapinized-avianized rinderpest virus. II. Features of multiplication of the virus in embryonating hen eggs. Bull. Natl. Inst. Anim. Health. 32, 136–149. (Abstract in English.)
KOCK R.A. (2006). Rinderpest and wildlife. In: Rinderpest and Peste des Petits Ruminants, Virus Plagues of Large and Small Ruminants, Barrett T., Pastoret P.-P. & Taylor W.P., eds. Academic Press, Oxford, UK, 143–162.
LIBEAU G., DIALLO A., COLAS F. & GUERRE L. (1994). Rapid differential diagnosis of rinderpest and peste des petits ruminants using an immunocapture ELISA. Vet. Rec., 134, 300–304.
NAKAMURA J., AGATSUMA S. & FUKUSHO K. (1938). Rinderpest virus infection in rabbits I: Basic investigation. Jpn J. Vet. Med. Sci., 17, 185–204. (In Japanese only.)
NAKAMURA J. & MIYAMOTO T. (1953). Avianization of lapinized rinderpest virus. Am. J. Vet. Res., 14, 307–317.
PLOWRIGHT W. (1962). The application of monolayer tissue culture techniques in rinderpest research. II. The use of attenuated culture virus as a vaccine for cattle. Bull. Off. int. Epiz., 57, 253–276.
PLOWRIGHT W. & FERRIS R.D. (1961). Studies with rinderpest virus in cell culture. III. The stability of cultured virus and its use in neutralisation tests. Arch. Gesamte Virusforsch., 11, 516–533.
ROEDER P.L. & RICH K. (2009). Rinderpest Eradication in Millions Fed: Successes in Agriculture, Spielman D. & Pandya-Lorch R., eds. International Food Policy Research Institute, Washington, DC 20006-1002 USA; Chapter 16, 109–116.
SMITH E.M., ESTES M.K., GRAHAM DY. & GERBA C.P. (1979). A plaque assay for the simian rotavirus SA11. J. Gen. Virol. 43, 513–519.
TAKAMATSU H., TERUI K. & KOKUHO T. (2015). Complete genome sequence of Japanese vaccine strain LA-AKO of rinderpest virus. Genome Announc., doi: 10.1128/genomeA.00976-15.
TAYLOR W.P & BARRETT T. (2007). Peste des Petits Ruminants and Rinderpest in Diseases of Sheep, Fourth Edition, Aitken I.D., ed. Blackwell Publishing Ltd, Oxford, UK.
TAYLOR W.P., ROEDER P.L., RWEYEMAMU M.M., MELEWAS J.N., MAJUVA P., KIMARO R.T., MOLLEL J.N., MTEI B.J., WAMBURA P., ANDERSON J., ROSSITER P.B., KOCK R., MELENGEYA T. & VAN DEN ENDE R. (2002). The control of rinderpest in Tanzania between 1997 and 1998. Trop. Anim. Health Prod., 34, 471–487.
TAYLOR W.P. & ROWE L.W. (1984). A microneutralisation test for the detection of rinderpest virus antibodies. Rev. Elev. Med. Vet. Pays Trop., 37, 155–159.
WAMWAYI H.M., FLEMING M. & BARRETT T. (1995). Characterisation of African isolates of rinderpest virus. Vet. Microbiol., 44, 151–163.
NB: Существуют референтные лаборатории МЭБ по чуме КРС
(см. Таблицу в Части 4 данного Руководства по наземным животным или обновленный список на веб-сайте МЭБ: https://www.oie.int/en/our-scientific-expertise/reference-laboratories/list-of-laboratories/ https://www.oie.int/)
Дополнительную информацию по диагностическим тестам, реактивам и вакцинам против чумы КРС можно получить в референтных лабораториях МЭБ